实验原理

含 FBS 的完全培养基维持细胞正常生理状态，药物处理后，通过荧光染料标记细胞凋亡 / 坏死标志物（如 Annexin V/PI），流式细胞术区分活细胞、早期凋亡细胞、晚期凋亡 / 坏死细胞；结合药物浓度梯度，量化药物对细胞的杀伤效率及作用机制，反映药敏性。

操作步骤

1. 细胞处理：用含 10% FBS 的培养基培养靶细胞，接种于 6 孔板（2×10⁵个 / 孔），培养 24 小时贴壁后，加入不同浓度药物（如 0、5、10、20μg/mL），继续培养 24 小时。

2. 细胞收集：胰酶消化细胞，离心收集，用 PBS 洗涤 2 次，调整浓度至 1×10⁶个 /mL。

3. 荧光染色：加入 Annexin V-FITC 和 PI 染液，室温避光孵育 15 分钟，避免 FBS 干扰染色（染色前确保细胞悬液无残留 FBS）。

4. 流式检测：流式细胞仪分析，统计活细胞（Annexin V⁻/PI⁻）、早期凋亡细胞（Annexin V⁺/PI⁻）、晚期凋亡 / 坏死细胞（Annexin V⁺/PI⁺）比例。

5. 结果判断：以药物浓度为横坐标，凋亡 / 坏死细胞总比例为纵坐标，绘制剂量 - 效应曲线，计算半数杀伤浓度（EC₅₀），EC₅₀越低，细胞对药物越敏感。

应用

• 药物对细胞的杀伤机制（凋亡 / 坏死）分析；

• 个体化药敏检测（如原代肿瘤细胞的药敏评估）；

• 联合用药的药敏协同效应评价。